基于轉座酶和高通量測序的染色質分析技術(ATAC-seq)是一種新的表觀遺傳學技術，是一種利用轉座酶(改造后Tn5轉座酶)來研究全基因組范圍內染色質開放性的方法。ATAC-seq是“Assay for Transposase-Accessible Chromatin with high-throughput Sequencing”的縮寫，最早是由斯坦福大學的Howard Chang和William Greenleaf實驗室的首席研究員Jason Buenrostro于2013年在Nature Methods首次發(fā)表。

ATAC-seq是一種研究表觀遺傳的創(chuàng)新技術，它是一種在全基因組水平上通過高度活躍的Tn5轉座酶作為探針，切割DNA序列來定位染色質可及性的方法。

DNA轉座是DNA轉座子在DNA轉座酶的輔助下，從染色體的一個區(qū)域轉移到另一個區(qū)域的現(xiàn)象。DNA轉座子要求插入位點的染色質是開放的，對于ATAC-seq而言，同時需要將攜帶已知DNA序列標簽的轉座酶人工添加到細胞核中，對開放染色質進行切割，得到帶有標簽引物的DNA片段，然后再利用已知序列的標簽引物對得到的DNA片段進行擴增，構建測序文庫。目前，最常用的轉座酶是Tn5轉座酶，它在可及性染色質上的轉座比在不可及染色質上的轉座更頻繁。Tn5轉座酶作為一個探針，通過“剪切和粘貼”機制在全基因組水平上檢測染色質的可及性，對于得到的DNA片段可以用測序標簽對DNA的未受保護區(qū)域進行標記。

在ATAC-seq方案中，包括細胞核制備、轉座和擴增3個步驟。首先，將待檢查的組織或細胞制備成均一的單細胞懸液，在裂解緩沖液中進行孵育，分離細胞核。其次，將攜帶已知 DNA序列標簽的Tn5轉座酶人工添加到500~50 000個分離的細胞核中，Tn5轉座酶同時切割DNA并插入DNA序列標簽。由于空間位阻，大多數(shù)的DNA標簽序列被整合到染色質開放區(qū)域。將帶有轉座酶標記的DNA序列進行擴增，以產生用于測序的DNA文庫，進行高通量測序。

ATAC-seq基本上依賴于酶反應構建的文庫，即轉座酶與樣品染色質的反應程度，這可能會受到酶的用量、細胞核的數(shù)量以及染色質折疊程度和結構的影響。因此，在測序前需要對ATAC-seq文庫的質量進行控制，以確保文庫濃度達到測序標準。

由于其簡單、快速和可重復性，ATAC-seq已迅速成為全基因組范圍內染色質可及性分析的重要方法。與其他檢測技術相比，ATAC-seq具有許多優(yōu)點。

第一，  轉座酶效率高。通過簡單的酶反應就可以實現(xiàn)DNA的斷裂、末端修復和接頭連接反應，通常在不到2 h內就能夠完成對10 000~20 000個細胞的處理。

第二，  第二，靈敏度高。ATAC-seq適合細胞數(shù)量有限的研究樣本，約500個細胞就能夠進行實驗。

但是，ATAC-seq技術也存在一些局限。Tn5轉座酶進行剪切時，由于每個DNA片段兩端的接頭是隨機的，這導致一段序列兩端接頭相同的可能性為50%，而只有連接不同的接頭序列才能夠進行富集擴增和測序，從而會產生一半不能用于富集、擴增和測序的序列。其次，Tn5轉座酶傾向于結合和切割轉錄因子結合區(qū)，這導致部分轉錄因子結合位點信息丟失。此外，由于線粒體DNA的存在，ATAC-seq獲得的數(shù)據不可避免地包含一些線粒體數(shù)據。通過改善裂解條件(Omni-ATAC)、流式細胞術純化細胞核、或在實驗之前應用CRISPR技術切割線粒體核糖體DNA，這一限制因素得到顯著解決。

總體而言，ATAC-Seq技術簡單快捷，只需要更短的樣品準備時間和更少的細胞數(shù)量就可以高質量地分析染色質的可及性，識別基因組中活躍的調控序列。ATAC-Seq已用于確定給定細胞環(huán)境中的基本可及染色質區(qū)域，以及確定兩個細胞狀態(tài)之間的差異可及區(qū)域。它迅速應用于干細胞、早期胚胎和各種腫瘤細胞基因表達的動態(tài)研究，為揭示染色體可及性、胚胎發(fā)育和腫瘤發(fā)生的表觀遺傳機制和潛在的疾病生物標志提供了有意義的見解。